naturesQue MaxOss P

Material de sustitución ósea porcino

naturesQue MaxOss P se obtiene de hueso esponjoso porcino y posee una porosidad amplia y abierta gracias a la fina y compleja estructura trabecular. Los espacios abiertos están interconectados y proporcionan mucho espacio para la regeneración, maduración y el remodelado óseo. La gran superficie interna proporciona un enorme potencial para la adherencia celular.


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Ligero y aireado: Por qué son tan importantes las cavidades grandes para los materiales de sustitución ósea

La porosidad es una de las propiedades más importantes de un material de sustitución ósea. Las células pueden migrar hacia el material de sustitución ósea a través de los poros y los vasos sanguíneos recién formados pueden conectarse a la red vascular para que el hueso nuevo del área de regeneración reciba oxígeno y nutrientes.

Los osteoblastos prefieren grandes diámetros de poro [1]; los macroporos de naturesQue MaxOss P tienen un tamaño de entre 100 y 1000 μm y, por lo tanto, son perfectamente adecuados para la migración de los osteoblastos. Tras la integración ósea, el remodelado y la adaptación del hueso a la fuerza aplicada requieren mucho espacio, el cual está disponible en la estructura de gran porosidad de naturesQue MaxOss P.

Imagen de microscopio electrónico de naturesQue MaxOss P

naturesQue MaxOss P y el hueso: Una unión permanente

Espacio de sobra para el hueso. El diseño de naturesQue MaxOss P se inspira en la red trabecular ósea: un complejo entramado formado por estrechos pilares y vigas y grandes espacios interconectados. Se crea así una extensa superficie en la que los osteoblastos se adhieren y pueden depositar la nueva matriz ósea. En los grandes poros la vascularización y el remodelado del hueso recién formado puede tener lugar sin perturbaciones. Se forma así una unión estable y permanente entre naturesQue MaxOss P y el nuevo hueso.

Seguridad

naturesQue MaxOss P es un material de sustitución ósea seguro y cumple los requisitos de la Directiva 93/42/CEE, anexo 2, sección 4, así como el Reglamento 722/2012.

naturesQue MaxOss P puesto en contexto

Origen
  • Hueso esponjoso porcino
Composición
  • Fase mineral del hueso esponjoso
  • Conservación del contenido natural de apatita carbonatada
Procesamiento
  • Hueso porcino
  • Limpieza y eliminación de proteínas (desproteinización) mediante calor elevado
  • Lavado con tampón
  • Medición, selección, envasado y esterilización
  • Control de calidad
Applicación
  • Se puede mezclar con preparaciones óseas autólogas, sangre del paciente o solución salina
  • Colocar únicamente en contacto directo con hueso local bien vascularizado
  • El hueso cortical debe perforarse manualmente
Consistencia/Aspecto
  • Los gránulos son muy porosos, por lo que no se debe ejercer presión sobre ellos para evitar aplastar la frágil estructura trabecular
Reabsorción
  • Integración en el hueso recién formado
  • Reabsorción lenta, huellas superficiales de reabsorción
  • Estructura estable para el hueso
  1. Aiken SS, Bendkowski A. In search of the “optimal” material for dental bone grafting. EDI Journal 2011;4:2-7

Publikationen naturesQue MaxOss P

Ghandi Y, Bhatavdekar. MIDAS (Minimally Invasive Drilling And Styptic) protocol - A modified approach to treating patients under therapeutic anticoagulants. Journal of Oral Biology and Craniofacial Research. 2019;9(3):208-211**
PDF

Igelhaut G. Neues porcines Knochenersatzmaterial. Unbedingt porös. Interview. Dental Magazin. 2019 (09)**
PDF

Guarnieri R, Stefanelli L, De Angelis F, Mencio F, Pompa G, Di Carlo S. Extraction Socket Preservation Using Porcine-Derived Collagen Membrane Alone or Associated with Porcine-Derived Bone. Clinical Results of Randomized Controlled Study. Journal of Oral & Maxillofacial Research. 2017;8(3):e5**
PDF

Guarnieri R, DeVilliers P, Grande M, Stefanelli LV, Di Carlo S, Pompa G. Histologic evaluation of bone healing of adjacent alveolar sockets grafted with bovine–and porcine-derived bone: a comparative case report in humans. Regenerative Biomaterials. 2017;125-128**

Guarnieri R, Testarelli L, Stefanelli L, De Angelis F, Mencio F, Pompa G, Di Carlo S. Bone Healing in Extraction Sockets Covered With Collagen Membrane Alone or Associated With Porcine-Derived Bone Graft: a Comparative Histological and Histomorphometric Analysis. Journal of Oral & Maxillofacial Research. 2017;8(4):1-9
PDF

Chen HC, Yuen D, Li ST. Porcine anorganic bone mineral for guided bone regeneration in dental surgeries Part I: Development and in vitro characterization. Front. Bioeng. Biotechnol. Conference Abstract: 10th World Biomaterials Congress. 2016;doi: 10.3389/conf.FBIOE.2016.01.02758*
PDF

Chen HC, Lee NS; Yuen D, Li ST. Porcine anorganic bone mineral for guided bone regeneration in dental surgeries. Part II: In vivo animal study and human case study. Front. Bioeng. Biotechnol. Conference Abstract: 10th World Biomaterials Congress. 2016;doi: 10.3389/conf.FBIOE.2016.01.02705*
PDF

Li ST, Chen HC, Yuen D. Isolation and Characterization of a Porous Carbonate Apatite From Porcine Cancellous Bone. Science, Technology, Innovation. 2014;1-13
PDF

Rupani A, Hidalgo-Bastida LA, Rutten F, Dent A, Turner I, Cartmell S. Osteoblast activity on carbonated hydroxyapatite. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 2012;100(4):1089-96

Kanayama K, Sriarj W, Shimokawa, H, Ohya, K, Doi, Y, Shibutani, T. Osteoclast and Osteoblast Activities on Carbonate Apatite Plates in Cell Cultures. Journal of Biomaterial Applications. 2011;26(4):435-449

Hannink G, Arts JJ. Bioresorbability, porosity and mechanical strength of bone substitutes: what is optimal for bone regeneration? Injury. 2011;42 S2:S22-25.

Figueiredo M, Fernando A, Martins G, Freitas J, Judas F, Figueiredo H. Effect of the calcination temperature on the composition and microstructure of hydroxyapatite derived from human and animal bone. Original Research Article Ceramics International. 2010; 36(8):2383-2393

Spense G, Patel N, Brooks R, Rushton N. Osteoclastogenesis on hydroxyapatite ceramics: the effect of carbonate substitution. J Biomed Mater Res A. 2010;92(4):1292-1300

Spense G, Patel N, Brooks R, Rushton N. Carbonate Substituted Hydroxyapatite: Resorption by Osteoclasts Modifies the Osteoblastic Response. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 2009

Klenke FM, Liu Y, Yuan H, Hunziker EB, Siebenrock KA, Hofstetter W. Impact of pore size on the vascularization and osseointegration of ceramic bone substitutes in vivo. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 2007;777-786
Abstract

Landi E, Celotti G., Logroscino G, Tampieri A. Carbonated Hydroxyapatite as Bone Substitute. Journal of the European Ceramic Society. 2003;23: 2931-2937

Deligianni DD, Katsala ND, Koutsoukos PG, Missirlis YF. Effect of Surface Roughness of Hydroxyapatite on Human Bone Marrow Cell Adhesion, Proliferation, Differentiation and Detachment Strength. Elsevier Biomaterials. 2001;22:87-96.
Abstract

Ellies LG, Carter JM, Natiella JR, Featherstone JDB, Nelson DGA. Quantitative Analysis of Early In Vivo Tissue Response to Synthetic Apatite Implants. J Biomed Mater Res 1988;22:137-148

*MatrixOss is a trade name from Collagen Matrix, Inc. and identical to naturesQue MaxOss P
**MinerOss XP is a trade name from BioHorizons and identical to naturesQue MaxOss P